Введение
Стафилококкоз – заболевание бактериальной этиологии, достаточно часто наблюдающееся у собак и кошек. Чаще всего стафилококковая инфекция проявляется в виде пиодермии, протекающей в поверхностной или глубокой, локализованной или генерализованной форме. Для лечения стафилококкозов успешно применяются антибиотики (байтрил, цефалоспорины и др.), а также стафилококковая аутовакцина и анатоксин. Для стимуляции естественной резистентности используются иммуностимулирующие препараты (сальмозан, баксин, иммунофан, цамакс со спирулиной и морскими водорослями). В последние годы при лечении стафилококкозов назначают препарат Гамавит /1/.
Гамавит (ГМ) – комплексный препарат, основными действующими веществами которого является плацента денатурированная эмульгированная и нуклеинат натрия; препарат готовят в форме физиологически сбалансированного водного раствора, содержащего аминокислоты, витамины, соли. Препарат применяют при интоксикациях, инфекционных заболеваниях, гельминтозах, пироплазмозе, рахите и анемиях, при дерматитах различной этиологии, пиометре, общем истощении организма, стрессовых воздействиях, в послеоперационном периоде / 1-4/.
Наиболее опасной для жизни животных является генерализованная форма стафилококкоза, которая может сопровождаться развитием токсического шока. Это обуславливается тем обстоятельством, что стафилококки выделяют токсины, являющиеся основными факторами их вирулентности. Известно, что альфа-токсин S.aureus, вызывающий токсический шок, относится к группе порообразующих токсинов. Порообразующие токсины в соответствии со своим названием формируют трансмембранные поры и нарушают селективный вход и выход ионов через плазматическую мембрану. Эта группа токсинов включает RTX-токсины грамотрицательных бактерий, стрептолизин O, выделяемый S. pyogenes, и альфа-токсин S.aureus. Альфа-токсин S.aureus может рассматриваться в качестве прототипа олигомеризующих порообразующих цитотоксинов. Альфа-токсин обладает цитолитическим действием в отношении различных типов клеток, включая моноциты, лимфоциты, эритроциты, тромбоциты и эндотелиоциты человека / 5,6,8 /. На примере нескольких экспериментальных моделей на животных было показано, что альфа-токсин является фактором вирулентности S. aureus /5,7/, однако его точная роль в развитии стафилококковых заболеваний у человека и животных остается неясной. Одним из механизмов, предотвращающих развитие в организме токсического шока, вызываемого альфа-токсином S. aureus, является стимуляция факторов естественной резистентности, в частности, увеличение фагоцитирующей активности моноцитов/макрофагов /5,7/. На основании ранее полученных данных, свидетельствующих о том, что препараты ГМ и Фоспренил (ФП) обладают способностью стимулировать факторы естественной резистентности организма, в том числе макрофагальную активность, нами было высказано предположение о возможности применения ГМ и ФП в качестве эффективных детоксикантов /1,2/.
В целях проверки данного предположения была поставлена задача экспериментально исследовать возможности применения препаратов ГМ и ФП в качестве детоксикантов в условиях моделирования у мышей токсического шока, вызываемого альфа-токсином S.aureus. При этом ГМ применяли по лечебной схеме введения: трёхкратно - одновременно с токсином стафилококковым (ТС) и по прошествии 2 и 4 часов. Общая вводимая доза препарата составляла 0,06 мл/мышь, что соответствовало шести разовым лечебным дозам (из расчёта одной лечебной дозы, составляющей 0,5 мл/кг). ФП применяли по профилактической схеме: препарат вводили внутримышечно дробно трёхкратно в объёме 0,02 мл: за 7 суток до введения ТС, 2) за 5 суток до введения ТС; 3) за 48 часов до введения ТС (внутрибрюшинно в дозе 1 ЛД75/мышь в объёме 1 мл). Суммарная вводимая доза ФП составляла – 3 разовые лечебные дозы.
Материалы и методы.
1. Животные: опыт проводили на мышах обоего пола линии Balb/c массой 18-20 г, полученных из питомника «Столбовая» РАМН;
2. ТС диагностический жидкий производства «Предприятия по производству бактерийных препаратов НИИЭМ им. Н.Ф. Гамалеи РАМН», серия №18 от 5.04. Для определения 1 ЛД75 вводимого токсина для мышей, исходный концентрат токсина разводили физиологическим раствором до 0,33 Lh/мышь и титровали на мышах линии BALB/c массой 18-20 г. В опытах использовали дозу токсина 0,33 Lh/мышь, что соответствовало 1 ЛД75/мышь. ТС вводили внутрибрюшинно в объёме 1 мл;
3. Анатоксин стафилококковый (АС) очищенный жидкий производства Филиала «Медмагал» ГУ НИИЭМ им. Н.Ф. Гамалеи РАМН, серия № 206 от 03.04. Концентрация анатоксина составляла 1мг/мл, 1 мл препарата содержал от 0 до 14 единиц связывания стафилококкового анатоксина. АС вводили глубоко подкожно в объёме 1 мл за 14 дней до инокуляции ТС;
4. ГМ: в опытах использовали препарат ГМ производства ЗАО «Микро-плюс» при НИИЭМ им. Н.Ф. Гамалеи РАМН, серии №32 от II.04. Препарат вводили подкожно дробно трёхкратно по 0,02 мл/мышь одновременно с ТС и по прошествии 2 и 4 часов. Общая вводимая доза препарата составляла 0,06 мл/мышь, что соответствовало шести разовым лечебным дозам (из расчёта одной лечебной дозы, составляющей 0,5 мл/кг);
5. ФП: в опытах использовали препарат ФП производства ЗАО «Микро-плюс» при НИИЭМ им. Н.Ф. Гамалеи РАМН серии № 1084. Препарат вводили внутримышечно дробно трёхкратно по 0,02 мл/мышь (8 мкг/мышь или 400 мкг/кг) из расчёта одной лечебной дозы, составляющей 0,1 мл/кг (400 мкг/кг). Суммарная вводимая доза ФП составляла – 3 разовые лечебные дозы.
После введения ТС проводили визуальное наблюдение за животными с целью выявления особей с признаками развивающегося заболевания: взъерошенность шерсти, малоподвижность, слабость или парез задних конечностей c последующей гибелью. Для выявления сравнительной динамики гибели мышей, инокулированных ТС и животных, которым вводили ФП или ГМ, проводили регистрацию павших животных в течение 48 часов. После чего рассчитывали показатели летальности по каждой группе животных: отношение количества павших мышей к общему количеству мышей в группе (в %).
Опыты повторяли троекратно.
Результаты и обсуждение
Антитоксическое действие Гамавита и Фоспренила при экспериментальном токсическом шоке, вызываемом гемолитическим альфа-токсином S.aureus у мышей
| Группы животных(мышам вводили) | Летальность, % |
| 1) Отрицательный контроль - ТС 0,33 Lh/мышь (1 ЛД75) в объёме 1 мл внутрибрюшинно | 80±10 |
| 2) Положительный контроль – АС в объёме 1 мл + ТС 0,33 Lh/мышь (1 ЛД75) в объёме 1 мл внутрибрюшинно | 5±3 |
| 3) ГМ подкожно 0,02 мл одновременно с ТС + ГМ подкожно 0,02 мл через 2 и 4 часа после введения ТС (0,33 Lh/мышь (1 ЛД75) в объёме 1 мл внутрибрюшинно) | 10±5 |
| 4) ФП внутримышечно 0,02 мл за 24 часа до введения ТС + ФП внутримышечно 0,02 мл одновременно с ТС и через 2 часа после введения ТС (0,33 Lh/мышь (1 ЛД75) в объёме 1 мл внутрибрюшинно) | 20±5 |
Данные, представленные в таблице, показывают, что использованная доза ТС соответствовала 1 ЛД75 для мышей: летальность в группе 1 составила 80%. АС, использованный в качестве положительного контроля, защищал 95% животных при введении 1 ЛД75 ТС (группа 2). ГМ проявил выраженное антитоксическое действие при введении мышам подкожно трёхкратно по 0,02 мл на мышь: первый раз – одновременно с ТС, второй раз – через 2 часа после инокуляции животных ТС, третий раз – через 4 часа после введения токсина. Летальность в группе 3 составила 10%. ФП также проявил выраженное антитоксическое действие при введении мышам внутримышечно трёхкратно по 0,02 мл (80 мкг) на мышь: первый раз – за 7 суток до введения ТС, второй раз – за 5 суток до введения ТС, третий раз – за 48 часов до введения ТС (внутрибрюшинно в дозе 1 ЛД75/мышь в объёме 1 мл). Летальность в группе 4 составила 20%.
Таким образом, в результате проведённых исследований было установлено, что ГМ, применённый по лечебной схеме, предотвращал развитие у животных токсического шока в 90% случаев. Полученные результаты подтверждают высокую эффективность препарата при его использовании в качестве детоксиканта.
Впервые показана возможность использования ФП в качестве средства, предотвращающего развитие токсического шока. При этом антитоксический эффект ФП выявляется при предварительном трёхкратном его введении (за 7 суток, за 5 суток, за 48 часов до введения ТС). Полученные результаты, на наш взгляд, позволяют рекомендовать ФП в качестве профилактического средства, предотвращающего развитие тяжёлых токсических процессов.
Одним из возможных механизмов антитоксического действия препаратов может быть стимуляция факторов естественной резистентности организма и, в частности, необходимая (в пределах физиологической нормы) стимуляция макрофагальной активности. Последнее подтверждается данными предварительных экспериментов. Так, у животных, которым вводили ТС (и не обрабатывали ГМ или ФП), фагоцитирующая активность перитонеальных макрофагов была более, чем в 3 раза выше таковой у интактных животных через 1 час после введения ТС, а затем (через 3 часа после инокуляции ТС) резко снижалась до уровней нормы – «истощение фагоцитоза». Не исключено, что избыточная стимуляция фагоцитоза перитонеальных макрофагов, наблюдавшаяся у мышей на фоне развития токсического шока, свидетельствует о развитии необратимых патологических процессов в иммунной системе, приводящих, в том числе к гибели важнейшего звена естественной резистентности – макрофагов. При этом у 90% таких животных наблюдалось развитие токсического шока с последующей гибелью в течение 24-48 часов. Иная картина наблюдалась у мышей, которым помимо ТС в качестве детоксикантов вводили ГМ или ФП по вышеописанным схемам. Фагоцитирующая активность перитонеальных макрофагов таких мышей через 1 час после инокуляции ТС была достоверно больше нормы (в 1,8 – 1,5 раза), но не в такой степени, как в случаях развития токсического шока. Через 3 и 5 часов регистрировали постепенное, более физиологичное снижение фагоцитарной активности до нормы в случае ГМ, а в случае ФП – даже подавление фагоцитоза на 30% относительно показателя фагоцитарной активности макрофагов интактных животных. При этом наблюдали предотвращение развития токсического шока в 80-84% случаев. Таким образом, одним из возможных механизмов антитоксического действия ГМ и ФП является нормализация функций перитонеальных макрофагов, сохранение их числа и, как следствие, развитие нормального иммунного ответа на токсины.
Литература
1. Санин А., Липин А., Зинченко Е. Справочник традиционных и нетрадиционных методов лечения собак. Москва, Центрполиграф, 2003, С. 288
2. Санин А.В. Выбор антгельминтных средств и основы дегельминтизации. Ветеринарная клиника.2003N12,c.18-20.
3. Васильев И.К., И.М.Фурман, Шелапутина И.А., Зинкина Т.С., Богаутдинова Т.В., Федорченко О.А., Санин А.В. Бабезиоз собак – новый подход к лечению. Ветеринарная клиника. 2003. Май. с.6-9.
4. Гордеева Е.В., Кузик Н.В. Использование Гамавита для лечения пиометры у собак. Матер. Всероссийской научно-практ. конф. "Ветеринария. Современные аспекты и перспективы." Орел. 2002. с. 43-45.
5. Bhakdi S, Tranum Jensen J. Alpha-toxin of Staphylococcus aureus. Microbiol Rev 1991;55:733-51.
6. Tomita T, Kamio Y. Molecular biology of the pore-forming cytolysins from Staphylococcus aureus, alpha- and gamma-hemolysins and leukocidin. Biosci Biotechnol Biochem1997;61:565-72.
7. Bhakdi S, Bayley H, Valeva A, Walev I, Walker B, Weller U, et al. Staphylococcal alpha-toxin, streptolysin-O and Escherichia coli hemolysm: prototypes of pore-forming bacterial cytolysins. Arch Microbiol 1996;165:73-9.
8. Song L, Hobaugh MR, Shustak C, Cheley S, Bayley H, Gouaux JE. Structure of staphylococcal alpha-hemolysin, a heptameric transmembrane pore. Science 1996;274:1859-66.
